Микроорганизмы для обработки почвы и способ их получения

009126 Техническая область Настоящее изобретение относится к продукту(ам), содержащим живой микроорганизм(ы), подходящий для обработки почвы, микроорганизмам, размножающимся при различных климатических и природных условиях, а также к способу получения продуктов, а кроме того, к способу обработки почвы и растений такими продуктами. Более подробно изобретение относится к способу получения продуктов из любых микроорганизмов, указанных ниже, или из их смеси. Кроме того, изобретение относится к способу создания культур микроорганизмов, которые должны быть использованы. Предметом изобретения являются также сами микроорганизмы. Более подробно изобретение относится к способу обработки почвы и растений продуктом, содержащим по меньшей мере один из микроорганизмов Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM /P/ В 001293), Azotobacter vinelandii spp. M657 (NCAIM /P/ В 001291), Pseudomonas fluorescens var. SW11(NCAIM /P/ В 001301), а кроме того, к продуктам размножающихся и существующих в окружающей среде рассматриваемого растения перечисленных микроорганизмов и их получению. Предпосылки создания изобретения Природная среда почвы представляет собой саморегулирующуюся экосистему растений и микроорганизмов в природных условиях, причем существование растений определяет существование микроорганизмов. Когда баланс, развитый в ходе эволюции, изменяется в результате деятельности человека (глубокая вспашка, внесение природных и искусственных удобрений, использование средств защиты растений и т.д.), в его структуре и функции могут иметь место изменения непредвиденного действия. Для развития популяций микроорганизмов, необходимых для оптимального культивирования конкретного культивируемого растения на различных почвах и при различных климатических условиях, необходимо время селекции, длящееся в течение многих лет. Однако детерминантные микроорганизмы благоприятной популяции микроорганизмов, которые могут быть перенесены в почву и окружающую среду, необходимые для оптимальной культивации, могут быть созданы за 1-2 дня. Результатом этого является более высокий урожай без пагубного нарушения природной экосистемы. Полезные и доминантные микроорганизмы, существующие в окружающей среде конкретного растения, важного с экономической точки зрения, могут быть определены лабораторными экспериментами и могут быть индивидуально размножены,получены промышленными способами и могут быть возвращены в почву в подходящей пропорции. В экосистеме почвы и микроорганизмов можно обнаружить важные закономерности. Количество микроорганизмов является различным, и различные виды могут быть идентифицированы в непосредственной окружающей среде корневой системы живых растений (ризосфере) и прорастающих семенах(сперматосфере), в сравнении с более удаленными от них участками. На размножение бактерий в окружающей среде корней влияет много факторов. Эти факторы зависят от региона, качества почвы, состава популяции микроорганизмов и климатических условий. Источник углерода, который может быть обнаружен в почве, образуется, прежде всего, и в преобладающем количестве посредством использования солнечной энергии, в результате фотосинтеза. Цикл азота является более сложным, чем цикл углерода. На превращение азота оказывают влияние биологические и химические процессы. В природе газообразный азот в так называемом инертном состоянии является доминантным, а так называемый фиксированный азот (нитрат, нитрит, аммиак) присутствует в ограниченном количестве. За минерализацию газообразного азота, прежде всего, несет ответственность связывание биологического азота. Так как на 1 га количество молекулярного азота составляет 6-7108 т, это означает наличие неисчерпаемого источника для связанного азота. Интерес экспертов направлен в сторону связывающих азот живых организмов, т.е. в сторону живых организмов, которые могут восстановить молекулярный азот в аммиак,так как среди прочего знание таких микроорганизмов и адекватное использование их свойств может обеспечить благоприятным для окружающей среды образом прекращение распространенного в мире голода. Некоторые связывающие азот бактерии фиксируют азот в свободном живом состоянии, но многочисленные бактерии способны фиксировать азот только в комбинации с другими, высшими растениями. Фосфорный цикл, в противоположность циклу азота, является практически закрытым в природных условиях. Вход и вывод являются одинаковыми, поток является слабым, и воздух не может быть загрязнен фосфором. Наконец, данный элемент аккумулируется в водных источниках, морях и только небольшое количество его возвращается в почву (например, в форме гуано). В живых клетках почвы фосфор аккумулируется в органических соединениях, минерализация их происходит с высокой скоростью (3-8 г/м 2/год). Растворимость, а таким образом, их доступность для растений, образующихся соединений фосфора является различной, только 5% из 400-1200 мг фосфора, обнаруживаемого в каждом 1 кг средних почв, является доступным. Круговорот некоторых соединений фосфора составляет 500-2000 лет. В результате переноса некоторых фосфонолитических групп микроорганизмов в почву комплексные фосфорные соединения, которые являются недоступными для растения, могут быть переведены в раствор. Если указанные микроорганизмы выполняют функцию почвы и минеральное содержание почвы является удовлетворительным, использование удобрений, содержащих фосфат, не является необ-1 009126 ходимым или может быть значительно снижено. Для роста растений необходимо, а особенно во время созревания сельскохозяйственной культуры,значительное количество калия. Земледельцы, возделывающие растения, вносят калий в почву путем внесения удобрения, содержащего калий. Такое удобрение может быть сделано доступным из минеральных соединений калия при помощи микроорганизмов, высвобождающих ион калия. Когда речь идет о растениях, микроорганизмы, размножающиеся в почве, биосинтезируют физиологически активные соединения, среди которых наиболее важными являются фитогормоны, ауксины(индол-3-уксусная кислота), этилен, гиббереллины, кинетины и т.д. Некоторые группы Pseudomonas в присутствии небольшого количества железа продуцируют так называемые сидерофоры, которые могут собирать железо. Вследствие этого другие, фитопатогенные бактерии и грибы, которые не могут использовать железо из сидерофоров, испытывают ингибирование вследствие отсутствия железа, а, с другой стороны, эти сидерофоры в почве с отсутствием железа значительно стимулируют рост растений, так как, связывая железо, они непосредственно обеспечивают растения железом. Для решения указанных выше проблем было разработано несколько технических решений; несколько микроорганизмов описано в специальной литературе во всех подробностях. Авторы венгерских патентов описали получение порошкообразных культур нитрификации (патент Венгрии HU 143391), культур Azobacter chroococcum и Rhizobium meliloti (патент Венгрии HU 188434),культур водорослей (патент Венгрии HU 195068) и снова культур Azobacter chroococcum, а также получение культур микроорганизмов Bacillus megaterium (патент Венгрии HU 207751). Azobacter chroococcum депонирован под 00238, the Bacillus megaterium подNCAIM/P/B 1140. Более подробно в патентах Венгрии HU 188434 и HU 207751 авторы описали ферментацию, при которой получают смесь депонированных выше микроорганизмов. Согласно патенту Венгрии HU 213163 авторы дополнили культуру микроорганизмов патента HU 207751 карбоксиметилцеллюлозой. Авторы патента Венгрии HU 1671/96 описали культуры, содержащие микроорганизмы Azospirillum lipoferum ssp., Azobacter vinelandii sp.,Pseudomonas fluorescens ssp. и Bacillus megaterium ssp. Применение и действие микроорганизмов, применяемых в указанных способах, ограничиваются тем фактом, что они при различных условиях культивирования, в почвах различного состава, в различных климатических условиях остаются живыми только в течение короткого промежутка времени, окружающая среда и ризосфера различных растений не всегда создает оптимальные условия. Описание изобретения Основной целью изобретения является получение таких культур почвенных микроорганизмов, которые, с точки зрения культивирования растений и экономической точки зрения, оказывают благоприятное действие и которые, в то же самое время, могут выживать, размножаться и проявлять свое благоприятное действие в различных почвах и на различных растениях в различных климатических условиях и условиях культивирования. Неожиданным образом было обнаружено, что размножение и выживание микроорганизмов, благоприятно влияющие на развитие растения, фиксацию азота, мобилизацию фосфата, стимуляцию роста растения, улучшения структуру почвы при культивировании в лабораторных условиях, варьируют в зависимости от характера почвы, температурных условий в непосредственной близости от растений. Различные группы микроорганизмов проявляют свое действие в черноземной почве, в почве с низким содержанием гумуса, в лссе, в усадебной почве или, например, в глинистой почве. В ходе экспериментов авторами данного изобретения было доказано, что, как это ни было неожиданно, другие группы микроорганизмов могут размножаться в ризосфере различных растений или вблизи от нее и проявлять свое действие там в течение длительного времени. Поэтому проводили эксперименты для выделения таких микроорганизмов, которые оказывают благоприятное действие в среде конкретного растения, что является важным с экономической точки зрения,поскольку речь идет о его культивировании. Кроме того, проводили также эксперименты для выделения микроорганизмов, которые могут мобилизовать ионы калия, и для получения таких микроорганизмов,выделенных из почвы и измененных процедурами мутации в лабораторных условиях, которые могут также размножаться во время введения их в почву, а также при низкой температуре и которые, как бы ни было также неожиданным даже для эксперта, могут оказывать благоприятное действие. Кроме того, авторами заявлено в ходе экспериментов, что некоторые микроорганизмы, продуцирующие полисахариды, неожиданным образом изменяют структуру почвы благоприятно с сельскохозяйственной точки зрения, таким образом повышая устойчивость к засухе. Подводя итоги экспериментальной работы, авторы изобретения указывают, что их целью было выделение таких микроорганизмов, которые передают азот, фосфор, калий в растения, биосинтезируют растительные гормоны роста, биосинтезируют полисахариды, улучшающие структуру почвы, и которые способны также размножаться в период посева и в странах с более холодным климатом, а также проявляют их действие в различных почвах и растениях. Кроме того, авторы изобретения намеревались получить такие препараты с таким содержанием микроорганизма в среде растения, в ризосфере или непосредственно среди растительных клеток посредством фиксации и мобилизации элементов жизненной важности, а также посредством продуцирования растительных факторов роста и полисахаридов в конкретном растительном окружении, которое активирует развитие конкретного растения или семейства растений,-2 009126 вследствие чего можно экономить, таким образом, защищая окружающую среду, применяемые удобрения. Предметом настоящего изобретения является способ культивирования, относящийся к перечисленным микроорганизмам, препараты, содержащие их, кроме того, применение препарата(ов), содержащего(их) микроорганизм(ы), и, конкретно, микроорганизмы. Настоящее изобретение основано на том, что для получения рассматриваемых препаратов наиболее подходящими язляются микроорганизмы Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM /P/ В 001293), Azotobactervinelandii spp. M657 (NCAIM /P/ В 001292), Pseudomonas fluorescens var. SW11 (NCAIM /P/ В 001296),Bacillus polymyxa var. SW17 (NCAIM /P/ В 001295), Bacillus megaterium var. M326 (NCAIM /P/ В 001291),Micrococcus roseus spp. A21 (NCAIM /P/ В 001294), Bradyrhizobium japonicum var. PH25 (NCAIM /P/ В 001302) и Streptomyces albus var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 001301), которые могут размножаться при низкой температуре в период сева, которые поставляют азот растениям, мобилизуют фосфор, калий, биосинтезируют гормоны роста и полисахариды, следовательно, авторы изобретения выделили их и разработали для них способ выращивания. В свете указанного выше, между 1998 и 1999 гг. авторы изобретения выделили в Европе из почвы и среды вокруг корней некоторых растений микроорганизмы, испытали in vitro их способность фиксировать азот, солюбилизировать фосфат и калий, продуцировать полисахарид и биосинтезировать растительные гормоны, идентифицировали систематически выбранные микроорганизмы, мутационной обработкой получили такие варианты, которые интенсивно размножаются при температурах ниже 20 С, а также разработали технологию выращивания для их культивирования и из их культур получили препараты и показали их действие на развитие растений и урожаи при помощи экспериментов в оранжерее и в полевых условиях. Были выделены виды и подвиды Azospirillum, Azotobacter, Bradyrhizobium, Pseudomonas, Bacillus,Streptomyces и Micrococcus. Наименее известным видом Azospirillum являются бактерии грамотрицательного вариабельного окрашивания, живущие в почве, которые в микроаэрофильных условиях (в присутствии 1-2% кислорода) в тесной связи с корневой системой растений могут восстанавливать азот воздуха до аммиака и затем переносить его к растениям. Некоторые группы биосинтезируют также растительные гормоны. Эти группы Azospirillum были выделены из окружения корней кукурузы, пшеницы, ячменя, ржи,выращиваемых на различных сельскохозяйственных угодьях Европы, в различных почвах, и травы сенокосных угодий. Суспензию бактерий, полученную из пробы почвы, диспергировали на культуральные среды Nfb(II) и ММ состава, указанного ниже, затем культивировали в микроаэрофильных условиях. Спустя 72 ч культуры Azospirillum идентифицировали. Культуры (колонии) Azospirillum, отличающиеся от других небольших культур бактерий и грибов, достигают размера приблизительно 3 мм. Культуры Azospirillum sp., экспоненциально растущие в среде мягкого агара с жидкими ММ иNb(II), состав которых приведен ниже, проявляют морфологию, характерную для клеток Azospirillum. Клетки являются виброидными и имеют S-форму и размер 1-22-4 мкм. Для их роста они нуждаются в биотине. На основе микроскопического наблюдения установлено, что они могут быстро перемещаться. Их подвижность может быть связана с их полярными жгутиками. В их клетках они аккумулируют гранулы поли-бета-гидроксибутирата и каротины. Исчезновение красноватого цвета может быть объяснено старением культуры. Для усиления их роста они могут использовать также органические кислоты, такие как малеиновая кислота, молочная кислота, пирорацемическая кислота и бутандиовая кислота. Фиксация азота воздуха имеет место в микроаэрофильных условиях. В экстремальных условиях, таких как в случае засухи, при низкой или высокой величине рН, в отсутствие источника азота или углерода, клетки будут трансформироваться в цисты, на которых не имеется жгутиков, но которые содержат гранулы поли-бетагидроксибутирата и окружены капсулярным полисахаридом. Спектр утилизации источника углерода микроорганизмов варьирует в зависимости от вида: A. Amazonense утилизирует глюкозу (+), сахарозу (+),инозит (+), A. Brasilense утилизирует глюкозу (+), сахарозу (+) и не утилизирует инозит (-), A. Irakense утилизирует глюкозу (+) и сахарозу (+), но не инозит (-), наконец, A. Lipoferum утилизует только глюкозу. В среде без азота спектр утилизации источника углерода отличается до значительной степени, так что вышеуказанные четыре вида могут быть другими. Спектр утилизации источника углерода выделенного авторами изобретения микроорганизма частично отличается от неотипа АТСС 29,731 A. Lipoferrum,A. Amazonense, A. Brasiliense и A. Irakense (Holt, J.G. and collaborators, Bergeys Manual of DeterminativeBacteriology, 9th edition, 1994). В противоположность другим группам этого типа, они надлежащим образом растут в присутствии 3,5% хлорида натрия в мягком агаре (это будет описано ниже), их микроскопические картины различаются в различные периоды культивирования, их продуцирование пигмента является более интенсивным, например, в картофельном агаре. Некоторые выделенные Azospirilium являются близкими к видам Azospirillum lipoferum, Azospirillumamazcnense, Azospirillum brasilense, а также виду Azospirillum irakense, авторы изобретения провели дополнительные эксперименты на Azospirillum, выбрав одну из групп Azospirillum brasilense. Из вышеуказанных почвенных образцов микроорганизмы Azotobacter выделяли на Nfb(II)-мягком агаре, с селективным культивированием, затем на ММ и среде Федорова распределением и отбором одного из подвидов на основе его способности фиксировать азот и сохраняли его для дальнейших экспериментов.-3 009126 Клетки данной группы являются плейоморфными, имеют коккоидную форму. В присутствии кислорода они передвигаются быстро. Они являются грамотрицательными. На среде без азота указанные микроорганизмы образуют флуоресцирующий, желтовато-зеленый пигмент, они хорошо утилизируют рамнозу и мезоинозит. Как хорошо известно, Rhizobium образуют клубеньки на корнях мотыльковых, и затем распространяясь среди растительных клеток, они непосредственно переносят фиксированный азот в растения. С разными мотыльковыми разные виды Rhizobium вступают в связь, например с соей вступает в связь группа Bradyrhizobium. Поскольку эта группа является единственным таким видом Rhizobium, который погибает после сбора урожая сельскохозяйственных культур, т.е. она не остается в большом количестве в почве, рекомендуется использовать эту группу для обработки почвы. Авторы выделили группуBradyrhizobium 13-го июля в растениях сои в Subasa около Szeged-Kiskundorozsma. Из растений, растущих в лссе, выбирали хорошо развивающееся растение и отделяли хорошо развитые клубеньки от его корней. Психрофильный вариант микроорганизма, выделенный, как приведено в примере, депонировали. В собранных пробах почвы авторы изобретения проводили поиск на фосфатмобилизующие микроорганизмы и тестировали выбранные микроорганизмы с систематической точки зрения. Доказано, что часть микроорганизмов является видом Pseudomonas, доказано, что другая является видом Bacillus.Pseudomonas являются грамотрицательными аэробными клетками, имеющими форму тонких палочек, они продуцируют на большинстве сред флуоресцентный пигмент и являются сапрофитом. Не удалось наблюдать продуцирование каротина, они не растут при температуре выше 40 С. На желатиновом агаре можно было видеть разжижение. Глюкоза утилизируется выделенными авторами группами, а крахмал не утилизируется. Хотя варианты групп фосфоресцирующих Pseudomonas находятся систематически в тесной связи, некоторую систематическую гетерогенность можно наблюдать между микроорганизмами авторов и типовыми группами: микроорганизм авторов, что характерно для Pseudomonas, хорошо утилизирует глюкозу, галактозу, уксусную кислоту, мальтозу, глицерин и пирорацемическую кислоту. Он не утилизирует фруктозу, D-арабинозу, мальтозу, лактозу, крахмал и инулин. Однако, в противоположность типовым группам, они способны расти на ксилозе, сахарозе и в некоторой степени на сорбите. В качестве единственного источника углерода они могут утилизировать глицин. На основе вышеуказанного, один из микроорганизмов авторов изобретения был идентифицирован как вид Pseudomonas fluorescent, и обнаружено, что он может быть помещен вблизи вариантов, принадлежащих к группе Biovar III. Авторы назвали группу как Pseudomonas fluorescent ssp. На основе систематических характеристик клеток Bacillus, которые могут растворять нерастворимый фосфат, доказано, что некоторые являются Bacillus polymyxa, доказано, что некоторые являютсяBacillus megaterium. Некоторые группы были отобраны для дальнейших экспериментов. Для выделения микроорганизмов, способных мобилизовать ионы калия, из минералов калия микроорганизмы выделяли с поверхности минералов, содержащих калий, полевого шпата и мусковита, затем тестировали, как указано в примерах, на твердой, не содержащей калий среде для доказательства мобилизации калия. Посредством использования процедуры, приведенной в примерах, при помощи мутационных обработок был получен и депонирован микроорганизм, индентифицированный как Streptomyces psychrophilic. Авторы изобретения выделили также микроорганизм, который, как было доказано после систематических, морфологических тестов и теста рибосомной ДНК, является Micrococcus roseus и обнаруживает чрезвычайно благоприятное действие в ходе растительных тестов. Одна из групп этого микроорганизма была депонирована, эта группа была трансформирована в лабораторных условиях. Изобретение основано также на том факте, что микроорганизмы с благоприятным действием, высаженные в почву, могут также размножаться так быстро, насколько это возможно, во время начального развития посевов и растений, в климатических условиях осени и ранней весны, а также в странах более холодного климата. Таким образом, микроорганизмы обрабатывали, выделяли и выдерживали в соответствии с вышеописанным, как указано в примере 4. При помощи общепринятых процедур выделяли мутанты и варианты, размножающиеся при низких температурах, а также затем их депонировали в Национальную коллекцию сельскохозяйственных и промышленных микроорганизмов. Изобретение относится к таким препаратам и способам, посредством применения которых повышается урожай растительных культур. Получение сопровождается также культивированием микроорганизмов, выделенных и тестированных из различных пахотных земель, из среды различных растений, существующих в среде конкретного семейства растений в течение длительного времени, размножающихся при низких температурах в различных почвах, и внесением препарата, содержащего культуру, на рассматриваемые культуры, на семена или в пахотные земли для них. В соответствии с изобретением препараты могут быть использованы для обработки почвы, растений или семян растений препаратом, который содержит по меньшей мере один из следующих микроорганизмов: Azospirillum brasilense ssp. SW51japonicum var. PH25 (NCAIM /P/ P 0012) и Streptomyces albus var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 0012). В результате обработки развитие растений будет ускориваться, они будут более устойчивыми к патогенам, водоснабжение структуры почвы и растений будет улучшаться и будут обеспечиваться высокие-4 009126 урожаи даже при пониженном использовании удобрения или в отсутствие любого удобрения. Одним из более важных преимуществ способа по данному изобретению является то, что при осуществлении его в ходе культивирования растения применение удобрений на основе азота, фосфата и калия может быть практически ненужным или может быть снижено в значительной степени. Загрязняющее действие удобрения на окружающую среду является очевидным. Соединения, биосинтезирующиеся в клетках микроорганизмов, стимулирующих развитие растений, ускоряют развитие обработанного растения, развитие корней, и в то же самое время с этим будет улучшаться водоснабжение растений, развивающиеся микроорганизмы подавляют развитие фитопатогенных микроорганизмов, полисахариды, биосинтезирующиеся в клетках некоторых из полученных авторами микроорганизмов, особенно благоприятно улучшают структуру почвы, водный баланс и жизнь почвы. Препараты по данному изобретению, их получение и применение, в противоположность известным препаратам и способам получения для такой же цели и применения, основаны на использовании микроорганизмов с различными, другими действиями, выделенных из различных почв, оказывающих специальное действие на рассматриваемое экономически важное культивируемое растение, а также микроорганизмов, которые могут размножаться при низких температурах осенью и ранней весной и на ареалах с более холодным климатом. Микроорганизмы по изобретению могут быть культивированы на среде, содержащей в качестве источника углерода, например, глюкозу, крахмал, сахарозу или мелассу, в качестве источника азота жидкость после замочки кукурузы, казеин, дрожжевой экстракт или аммониевые соли, кроме того, другие неорганические соли и соли, диссоциирующие на ионы микроэлементов, но, как это очевидно для специалистов, можно было использовать любые ассимилируемые источники углерода и азота, неорганические соли, которые делают возможным размножение бактерий данного изобретения. Культура, содержащая микроорганизмы настоящего изобретения, может быть добавлена непосредственно в почву, которая должна быть обработана, или к растениям в среде, используемой для культивирования, но могут быть также приготовлены препараты, сохраняющие биологический потенциал этого микроорганизма, в том числе препараты, содержащие носители, фиксирующие бактерии на семенах посредством сил адгезии. Количество бактерий, внесенных в почву, может варьировать между 51011 и 51015 клеток на гектар, благоприятное количество клеток составляет от 1012 до 1013. В соответствии с Будапештским соглашением (Budapest Agreement) авторы депонировали выделенные, идентифицированные из различных растительных сред микроорганизмы, которые могли также размножаться при низкой температуре, в Национальную коллекцию сельскохозяйственных и промышленных микроорганизмов, где эти микроорганизмы зарегистрированы под следующими номерами депозитов:Streptomyces albus var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 001301). Область защиты распространяется на депонированные группы, а также на их искусственные и природные мутанты, варианты или на линии групп вышеуказанных микроорганизмов, полученных любым известным способом. Авторы иллюстрируют изобретение примерами без ограничения ими области защиты. В примерах проценты выражены в массовых процентах, если не оговорено особо. Лучший способ выполнения изобретения Пример 1. Выделение микроорганизмов, фиксирующих азот воздуха, из различных почв и из среды окружения различных растений и подтверждение их фиксирующей азот способности. Виды Azospirillum являются бактериями грамотрицательного вариабельного окрашивания, которые способны восстановить азот воздуха до аммиака при микроаэрофильных условиях (в присутствии 1-2% кислорода) и сделать его доступным для растений. Виды Azospirillum выделили из различных почвенных проб (гумуса, лсса, натриевой почвы, бурой почвы и черной почвы и т.д.), из среды, окружающей корни различных растений (злаковых, подсолнечника, кукурузы, травы и т.д.). Химические аттрактанты, такие как органические кислоты и сахара, привлекают группы Azospirillum за счет хемотаксиса. При помощи их жгутиков бактерии двигаются по направлению к корням и, достигнув их, заселяют. Из 10-, 100-, 1000- и 10000-кратных разведений данной пробы почвы, приготовленных со стерильной, дистиллированной водой, 100-100 мкл суспензии распределяли на чашках Петри, содержащих ММи Nfb(II)-мягкий агар. Состав ММ-среды был следующим. Глюкозу стерилизовали отдельно от других компонентов ММ-среды в автоклаве (121 С, 30 мин),затем смешивали с другими компонентами после охлаждения до температуры 60 С. рН стерильной смеси устанавливали до 7,4 стерильным 1 н. раствором NaOH. Состав Nfb(II)-среды был следующим.L-Яблочная кислота 5,0 г Дикалийгидрофосфат 0,5 г 0,2 г Сульфат магния 7 Н 2O Хлорид натрия 0,1 г Хлорид кальция 0,02 г Раствор микроэлементов 2,0 мл Бромтимоловый синий (водный раствор 0,5% материала, растворенного в 0,2 н. KОН) 2,0 мл Раствор 1,564% Fe-EDTA 4,0 мл Раствор витаминов 1,0 мл Агар 1,75 г Устанавливали рН среды до 6,8 при помощи 1 н. водного раствора KОН. Состав раствора микроэлементов был следующим. 200 мг Ферро-II-сульфат 7 Н 2O 10 мг Ферро-III-сульфат 6 Н 2 О 1 мг Сульфат марганцаН 2 О 2 мг Сульфат меди(II)5 Н 2 О 1 мгNaMoO42H2O 2 мг Хлорид кобальта 6 Н 2 О 2 мг Сульфат цинка 7 Н 2 О 1 мг Тетраборат натрия 10 Н 2 О 0,5 мг Р 2O524WO3 Н 2O 0,1 мг Нитрат висмута 5 Н 2 О Хлорид олова 0,01 мг Хлорид селена 0,01 мг Иодид калия 1 мг Лимонная кислота 100 мг Дистиллированная вода 1000 мл Состав раствора витаминов был следующим. Витамин С Витамин В 1 Витамин Е Витамин А Биотин Дистиллированная вода Бактерии, внесенные в среду, которые должны быть обнаружены на ММ-планшетах, помещали в анаэробные термостаты заменой воздушного пространства термостата на азот, затем устанавливали концентрацию кислорода 1,6% с использованием достаточного количества воздуха. Планшеты инкубировали при температуре 32 С, затем спустя 72 ч организмы Azospirillum идентифицировали. В соответствии с-6 009126 линией разведения на планшете, на котором распределяли суспензию с 10-кратным разведением, образовалось непрерывное поле бактерий, тогда как суспензия с 10000-кратным разведением обычно давала 3050 колоний (культур). Колонии Azospirillum, отличающиеся от других небольших бактерий и культур грибов, достигали размера приблизительно 3 мм. Из этих культур несколько культур были морфологически подобными культурам Azospirillum. Из них некоторые дополнительно изучались авторами изобретения. Культуры на Nfb(II)-мягком агаре помещали в аэробный термостат в указанной выше среде, и в указанных выше условиях культивирования первыми из всех размножились Azospirillum с узнаваемой характеристичной морфологией. Различные группы бактерий Azospirillum, полученные на ММ- и Nfb(II)-среде, выращивали в соответствии с микробиологической практикой таким образом, что первичную культуру бактерий наносили 2 раза на одну культуру на полной среде ТАg. Группы бактерий Azospirillum очищали распределением 2 раза на одной культуре в жидкой среде ТАg и сохраняли в групповой культуре. Суспензию бактерий при температуре -80 С считали групповой культурой и все эксперименты начинали из этой культуры. Состав среды ТАg был следующим. Бактотриптон (Difco) 1,0% Экстракт дрожжей (Difco) 0,1%NaCl 0,5% Агар 2,5% После стерилизации добавляли водные растворы следующих соединений со следующей конечной концентрацией: 0,1% 0,1 М СаСl26 Н 2O 0,1% 0,1 М МgСl26 Н 2O 0,2% глюкозы (отдельно стерилизованной) После стерилизации рН среды регулировали до 7,0-7,2. Корневую колонизацию можно определить простым экспериментом. На корнях кукурузного и пшеничного растений, обработанных бактериями Azospirillum, высеянными в стерильном перлите (сосуд диаметром 15 см) с клетками равного количества (11010 клеток на сосуд), микроскопический подсчет показал,что было выявлено существенно больше клеток Azospirillum, чем в контролях. Колонизация на корнях происходит на основе специфичного механизма распознавания. В ходе колонизации клетки Azospirillum проникают в матрикс корней, и здесь они, посредством их активной фиксации азота, могут компенсировать часть азота, необходимую для основного растения (ассоциативная фиксация азота). Это доказали ростом большего количества зеленой массы кукурузы и пшеницы, инкубированных с группами Azospirillum, в ходе лабораторных экспериментов авторов, результаты которых приводятся подробно далее. Azospirillums продуцируют также растительные гормоны и материалы, стимулирующие рост. Увеличение этих материалов и их благотворное влияние на основное растение может быть доказано повышенной герменативной эффективностью и более интенсивным ростом растения в экспериментах, проводимых в лабораторных условиях. Морфологические характеристики выделенных видов Azospirillum находятся в общей части описания. При селективном культивировании на Nfb(II)-мягком агаре, в отличие от селективного культивирования на ММ-среде без азота, микроорганизмы Azospirillum выделяли из образцов пахотной почвы. Было обнаружено, что эти группы в соответствии с систематическими характеристиками и спектром утилизации источника углерода являются Azospirillum brasilense, фиксирующими молекулярный азот воздуха в большей степени, чем SW5-01-07, затем, как описано ниже, выделили также варианты, размножающиеся при низких температурах и биосинтезирующие полисахарид, и один из них депонировали. Для выделения группы Azotobacter кроме использования Nfb(II)- и ММ-среды, состав которых приведен выше, образцы почвы культивировали также в среде Федорова, где Azotobacter обнаружили характеристичные морфологические свойства. Среда Федорова имеет следующий состав. Дигидрофосфат калия 0,03% Гидрофосфат кальция 0,02% Сульфат калия 0,02% 0,03% Сульфат магния 7 Н 2 О Карбонат кальция 0,5% Хлорид натрия 0,05% Хлорид железа(III) 0,02% Молибденат натрия 0,0002% Маннит 2,0% Бактоагар 2,0% рН среды перед стерилизацией регулировали 1 н. раствором гидроксида натрия до 7,0. При селективном культивировании на Nfb(II)-мягком агаре, затем на среде ММ без азота и среде Федорова при селективном культивировании микроорганизмы Asotobacter выделили из почвенных об-7 009126 разцов пахотных участков. Было обнаружено, что эти группы в соответствии с систематическими характеристиками и спектром утилизации источника углерода являются Azotcbacter vinelandii, фиксирующим молекулярный азот воздуха в большей степени, чем М 65-01-34, затем, как описано ниже, выделили также варианты, размножающиеся при низких температурах, и один из них был депонирован авторами. Способность фиксировать азот группами Azospirillum и Azobacter определяли также способом восстановления ацетилена. В соответствии со способом (Dilworth M.J., J. Biochem. Biophys. Acta, 27, 285, 1996) ацетилен вводили инъекцией шприцем в культуру в закрытой чашке, затем после инкубации 12 ч 0,25 мл газовой смеси впрыскивали в колонку Propak N газового хроматографа Perkin-Elmer. Концентрацию ацетилена и этилена газовой смеси определяли детектором с ионизацией водородным пламенем. Из высоты пиков ацетилена и этилена можно определенно сделать вывод по ферментной комплексной активности нитрогеназы. ГруппыAzospirillum и Azotobacter авторов восстанавливали за 1 ч ацетилен в количестве между 15 и 85 нмоль в этилен. Группу Bradyrhizobium выделили 13 июля 2000 из растений сои в Subasa, вблизи от SzegedKiskundorozsma. Из растений, выращенных в лссе, отбирали хорошо развивающееся растение и из его корней удаляли хорошо развитые клубеньки. Клубеньки промывали стерильной, дистиллированной водой, измельчали, затем частицы суспендировали в физиологическом солевом растворе. Из суспензии в стерильных условиях готовили серийные разведения и распределяли их на полной среде. Способность фиксировать азот растущих культур после инкубации 48 ч так называемым тестом для симбиотических растений определяли следующим образом: поверхность семян коммерческой люцерны (Medicago sativa) стерилизовали термообработкой 2 ч при температуре 72 С и осторожным промыванием 20% растворомHypo, затем давали им возможность прорасти в среде дистиллированной воды, содержащей 1% агара. Проростки помещали в 1,5% косой агар Gibson (см. ниже) и выращивали в теплице в течение недели. Растения возраста 1 недели инокулировали клетками каждой культуры бактерий и выращивали в теплице в течение дополнительных 8 недель. Из групп, относящихся к трем растениям, проявляющим заметное оптимальное развитие (масса в сухом состоянии частей растений выше корней 22-26 мг, в противоположность массе контрольных растений 3-5 мг), отбирали три и на основе их свойств, важных с точки зрения морфологии и систематики, авторы назвали их Bradyrhizobium japonicum var. PH-2-1-3. Пример 2. Выделение фосфат- и калийсолюбилизирующих микроорганизмов. Образцы почвы собирали в разных частях света, водные суспензии образцов распределяли по среде TAg(см. выше), затем тестировали выделенные материалы культур Pseudomonas и Bacillus и клеточную морфологию. Различные группы Pseudomonas и Bacillus очищали в соответствии с микробиологической практикой распределением первичной культуры бактерий несколько раз на единственной культуре на полной среде TAg. Группы бактерий выращивали и сохраняли очищенными с распределением в жидкой и твердой средах TAg. Свойства микроорганизмов по мобилизации фосфата испытывали в среде питательного агара(Oxoid), содержащего 1% гидроксиапатита и дополненного модифицированной средой Pikovskaya (HP) и 10% трикальцийфосфата и глюкозой (0,2%). Состав среды, используемой в ходе экспериментов, является следующим. Модифицированная среда Pikovskaya: Гидроксиапатит 1,0%MgSO47H2O Экстракт дрожжей 0,05% Агар 1,5% Глюкоза (стерилизованная отдельно) 1,0% После стерилизации к среде добавляли растворы следующих соединений: 1% 20 мг/100 мл FeSO47H2O 1% 40 мг/100 мл MnSO4H2O Перед стерилизацией рН среды устанавливали до 7,2.Naoxg: питательный агар (Oxoid), приготовленный в соответствии с инструкциями производителя,+0,2% глюкозы. Во время тестирования солюбилизирующей фосфат способности групп, выбранных в ходе предварительных экспериментов в среде Pikovskaya (HP) культуры, выращиваемые на протяжении 3-4 дней при температуре 30 С, давали кольца растворения 29 и 38 мм. Клеточные суспензии одинаковых групп, полученные из TAg-скошенного агара с 1 мл дистиллированной воды, прикапывали в отверстия, сделанные на планшетах Naoxg, дополненных 10% трикальцийфосфатом (0,1 мл/отверстие). При инкубации культур при температуре 30 С на протяжении 2-3 дней можно было наблюдать хорошо видимые кольца растворения. Размер их был 24 мм при использовании групп Pseudomonas, тестированных детально, и 26 мм,когда авторы использовали группы Bacillus, средний размер был до 34 мм. Доказано, что каждая индивидуальная группа Pseudomonas и некоторые группы Bacillus обладают-8 009126 интенсивными солюбилизирующими фосфат свойствами. Эти группы несут оба варианта неорганического фосфата, хорошо детектируемые по растворению, так что можно утверждать, что они обладают превосходными солюбилизирующими фосфаты свойствами. На основе систематических характеристик и спектра утилизации углерода было обнаружено, что 14 микроорганизмов Pseudomonas и 25 микроорганизмов Bacillus, выбранных на основе тестов, являютсяPseudomonas fluorescence и Bacillus polymyxa, а также Bacillus megaterium, которые обозначены в следующем порядке: SW1-1-14, SW17-1-15 и М 32-1-10, затем, как указано ниже, были также выделены и депонированы варианты, размножающиеся при низкой температуре и биосинтезирующие полисахариды в больших количествах. Выделение микроорганизмов, мобилизующих ионы калия, выполняли, как описано выше, с отличием,заключающемся в исключении хлорида калия из среды Pikovskaya (HP) состава, приведенного выше, и добавлении 1% полевого шпата, измельченного в мелкий порошок, и слюдяного сланца вместо гидроксиапатита. В окружающих микроорганизм культурах, превращающих минералы, не растворимые в воде, полностью или частично в растворимую форму, будет образовываться прозрачная зона. Некоторые из них были выбраны, и на основе систематических характеристик, морфологических свойств и спектра утилизации источника углерода было показано, что они являются Bacillus и Streptomyces,15 групп авторов были обозначены как 1-015-0003, и затем, как описано ниже, были также выделены варианты, размножающиеся при низкой температуре, и один из них был депонирован. Пример 3. Выделение микроорганизмов, продуцирующих сидерофоры и растительные гормоны. Способность групп, выделенных, как описано в примерах 1 и 2, продуцировать сидерофоры и гормоны, тестировали с использованием среды King В. Среда имеет следующий состав. Пептон 2% Глицерин 1%MgSO47H2O Агар 2% Перед стерилизацией рН среды устанавливали до 7,2 раствором гидроксида натрия. Группы Pseudomonas, продуцирующие сидерофоры, также фиксируют ионы железа, которые они переносят к растениям в бедной железом почве. Кроме того, они ингибируют размножение некоторых фитопатогенных микроорганизмов, таких как Erwinia caratovora, так как они не могут утилизировать фиксированное железо. Авторы тестировали продуцирование сидерофор ингибированием роста группы МС 1061 Escherichia coli. Клеточные суспензии двух групп из агаровой культуры получали с дистиллированной водой, затем культивировали прикапыванием на не содержащий железо и содержащий железо(1 мкМ FеСl37 Н 2 О) планшет King В (30-50 мкл) в течение 48 ч при температуре 28 С с последующим опрыскиванием планшета культурой E. coli МС 1061, полученной из TAg-агара, и продолжением инкубации в течение дополнительных 28 ч при температуре 28 С. Вокруг культур можно было наблюдать различные зоны ингибирования. Результаты средних четырех экспериментов показаны в табл. 1. В качестве отрицательного контроля использовали Bacillus megaterium, в качестве положительного контроля использовали Pseudomonas fluorescens. Таблица 1 Степень ингибирования: - отсутствие, + низкое,ивысокое и очень высокое В ходе тестирования продуцирования сидерофор с mob4 и группой положительного контроля наблюдали значительную зону ингибирования, которая исчезала в присутствии ионов железа. Как указано выше, некоторые группы Pseudomonas продуцируют растительные гормоны. Выбранные микроорганизмы тестировали на то, способны ли они биосинтезировать гиббереллиновую кислоту вTAg-среде приведенного выше состава. Тесты проводили с использованием стандарта А гиббереллиновой кислоты (Sigma) тонкослойной хроматографией на силикагеле (Merck) (40 г/мл), экстракцией культур этилацетатом и последующей экстракцией двойным объемом раствора гидроксидкарбонат натрия,затем снова раствором с этилацетатом с рН 2,5. В остатке выпаривания экстракта найдены следующие группы величин RF пятен около стандарта. Таблица 2 Были выбраны группы, обозначенные SW1-1-6 и М 32-1-9 (они продуцируют приблизительно 3-15 г гормона на миллиметр). Группы, описываемые в общей части, тестировали и идентифицировали с систематической точки зрения. Пример 4. Выделение микроорганизмов, продуцирующих экстрацеллюлярный полисахарид. 4 А. Отбор Bradyrhizobium. Группы Bradyrhizobium PH2-1-3 распределяли в TAg-среде, содержащей 1% глюкозы и 1% сахарозы (см. выше), и тестировали количество полисахарида (слизи) вокруг культур. Были выбраны группы РН 2-11 и -2, биосинтезирующие полисахарид. 4 В. Выделение Bacillus. Группы Bacillus M32-1-10 и SW17-1-15 распределяли в TAg-среде, содержащей 1% глюкозы и 1% сахарозы (см. выше), и тестировали количество полисахарида (слизи) вокруг культур. Были выбраны группы М 32-1-6,8 и -10 и SW17-1-7,11 и -15, биосинтезирующие полисахарид. На полной среде, содержащей глюкозу и сахарозу, биосинтезирующей большие количества полисахарида, трансформирующего культуральную среду в вязкий материал, доказано, что микроорганизм является Micrococcus roseus. Выбранные группы в соответствии с тестами авторов биосинтезируют растворимый полисахарид сукциноглюконового типа известной структуры. Пример 5. Выделение микроорганизмов, выносящих холод. Микроорганизмы, отобранные в соответствии с примерами 1-4, обрабатывали агентом, вызывающим мутации, и радиацией. Суспензии микроорганизмов, полученные с дистиллированной водой, обрабатывали 0,01, 0,1, 1,0, 10 и 100 г/мл нитрозогуанидина в течение 1, 3, 5, 10 и 30 мин. После обработки клеточную суспензию центрифугировали, промывали 2 раза дистиллированной водой, затем клетки распределяли на культуральной среде TAg, обработку повторяли выдерживанием клеточной суспензии в дистиллированной воде, содержащей 109 микроорганизмов на миллиметр, в течение 1, 3, 5, 10 и 30 мин под УФ-лампой 15 Вт на расстоянии от нее 10 см. Клеточные суспензии распределяли на культуральной среде TAg с серийным разведением.TAg-культуры инкубировали при температуре 18 С в течение 192 ч с последующим выделением самых больших культур на TAg-скошенных агарах, инкубированных при температуре 18 С. После выращивания культуры контролировали и сохраняли. После выделения отобранные и выдерживающие холод микроорганизмы отделяли и депонировали:Streptomyces albus var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 001301). Пример 6. Культивирование микроорганизмов. 6 А. Культивирование на полной культуральной среде. Из TAg-культуральной среды были получены культуры на скошенном агаре, затем инкубированы при температуре 30 С в течение 48 ч. Культуры Azospirillum, Azotobacter, Bacillus, Brayrhizobium,Pseudomonas, Streptomyces или Micrococcus инокулировали в культуральной средой, обозначенной Ta1i и имеющей следующий состав. Глюкоза (отдельно стерилизованная в 50% водном растворе 0,5% Меласса 1,5% Жидкость после замочки кукурузы (50% сухого вещества) 1,5%- 10009126 Экстракт дрожжей Gistex Кислотный казеин Сульфат аммония Нитрат аммония Карбонат кальция Дигидрофосфат калия Хлорид натрия Сульфат магния 7 Н 2 О Пальмовое масло 100-100 мл части культуральной среды вносили в 500 мл колбы Эрленмейера, затем стерилизовали при температуре 121 С в течение 30 мин. Стерильную культуральную среду инокулировали микроорганизмами, выращенными на культурах скошенного агара, и культивирование культур проводили при температуре 25 С на вращающемся столе, действующем при вращении 260 об./мин, в течение 36 мин. Наблюдение за ростом проводили микроскопическим тестом, затем с использованием количества 5% инокулума проводили инокуляцию основной ферментативной культуральной среды Ta1f, имеющей следующий состав. Глюкоза (отдельно стерилизованная в 50% водном растворе) 1,5% Меласса 2,5% Жидкость после замочки кукурузы (50% сухого вещества) 1,5% Экстракт дрожжей Gistex 0,4% Кислотный казеин 0,4% Сульфат аммония 0,2% Нитрат аммония 0,2% Карбонат кальция 0,3% Дигидрофосфат калия 0,2% Хлорид натрия 0,1% 0,2% Сульфат магния 7 Н 2 О Раствор микроэлементов 0,45% Пальмовое масло 0,2% Состав раствора микроэлементов приводится в примере 1. Культуральную среду стерилизовали в колбах Эрленмейера на 100 мл, а ферментацию проводили в лабораторных ферментерах с общим объемом 10 л и эффективным объемом 5 л в условиях, указанных выше. Культуры, помещенные в колбы, культивировали на вращающемся столе, тогда как в ферментерах культивирование проводили обычным образом с введением воздуха (объем/объем) и проведением турбосмешивания двойным вводом и вращением 360 об./мин, в течение 24 ч, когда число клеток на миллиметр, в зависимости от бактерий, достигало величин 4108-1,3109. Для получения культур в больших количествах 10 л культур получали на культуральной среде Ta1i,имеющей указанный выше состав, в вышеуказанных условиях ферментации, затем 100 л стерилизованной культуральной среды Ta1i и 100 л культуральной среды Ta1f инокулировали каждую 5-5 л. Культивирование продолжали в течение 24 ч в указанных выше условиях ферментации, затем культуры выращивали на культуральной среде Ta1f в почве, 50 л культуры, выращенной на культуральной среде Ta1i,использовали для инокуляции 1000 л стерилизованной культуральной среды Ta1f. Культивирование проводили в указанных выше условиях ферментации в течение 24 ч, после чего, как показала проверка,культура была готова для использования. В случае необычно интенсивного вспенивания в качестве противопенящегося агента добавляли 0,01% пропиленгликоля. 6 В. Культивирование на полуминимальной культуральной среде. Процедуру, указанную в примере 6, повторяли с тем отличием, что, вместо культуральной средыTa1f, использовали культуральную среду Ta2f следующего состава. Глюкоза (отдельно стерилизованная в 50% водном растворе) 1,5% Меласса 0,5% Кислотный казеин 0,1% Сульфат аммония 0,7% Нитрат аммония 0,5% Карбонат кальция 0,3% Дигидрофосфат калия 0,3% Хлорид натрия 0,1% 0,2% Сульфат магния 7 Н 2 О Раствор микроэлементов 0,35% Пальмовое масло 0,2% Состав раствора микроэлементов находится в соответствии с составом раствора в примере 1.- 11009126 После завершения культивирований культуры содержат, в зависимости от бактерий, 1-7108 клеток на миллилитр. Пример 7. Эксперименты улучшения структуры почвы и культивирования растений. 7 А. Эксперименты для улучшения структур почвы. Песчаную почву, собранную у Danube, около Somlyosziget, и глинистые почвы из Esztergom помещали в лотки 9090 см при толщине слоя 25 см. Песчаную почву обрабатывали 10 г нитрата аммония и 5 г фосфата кальция на лоток. В лоток высевали кукурузу в количестве 104 семян на лоток. При оценке авторы не брали данные пяти самых больших и пяти самых неразвитых растений. Измеряли массу корней, промытых дистиллированной водой с последующим высушиванием 2 дня при температуре 45 С. Лоток 1 обильно поливали, лоток 2 при посеве обильно поливали, но совсем не поливали позднее. Лотки, обозначенные а, инокулировали применяемыми в качестве микроорганизмов, биосинтезирующих полисахариды, культурами групп микроорганизмов Bacillus polymyxa var. SW17 (NCAIM /P/ В 001295), Bacillus megateriumjaponicum var. PH25 (NCAIM /P/ В 001302), депонированных в Национальной коллекции сельскохозяйственных и промышленных микроорганизмов и полученных в соответствии с примером 6, в количестве 108 клеток на 1 м 2 из каждой бактерии. Обозначенные b лотки не обрабатывали микроорганизмами. В табл. 3 показаны результаты, полученные на 33-й день после засевания. Результаты выражены как средние величины, вычисленные для одного растения. Таблица 3 В табл. 4 показана степень рассыпания и растрескивания неполитых песчаных и глинистых почв(лоток 2). Термином степень рассыпания авторы обозначают, что основная часть фрагментов почвы рассыпалась на листе бумаги и не распадающиеся в ходе слабого встряхивания комочки имеют размер ниже 2 мм (-), между 2-5 мм (+) или больше 5 мм . Степень растрескивания поверхности почвы обозначают так, что отсутствие растрескиваний отмечают , слабое растрескивание обозначают +, тогда как в присутствии больших линий растрескивания характеристику растрескивания сухих почв обозначают -. Таблица 4 Из данных табл. 3 и 4 можно видеть, что присутствие микроорганизмов, биосинтезирующих полисахариды, улучшает развитие растений и является благоприятным для структуры почвы. 7 В. Эксперименты на полях. Эксперименты проводили на Improvement and Cultivation Technological Station of MosonmagyarovarUniversity в 2000 г. с 10 л смеси микроорганизмов на гектар, при случайном размещении в виде блоков и повторе 4 раза, с 10 л смеси микроорганизмов на гектар. Тип экспериментальной почвы: регион Danube, толщина слоя 120-140 см, содержание гумуса 2,4%,количество осадков бедное. Яровая пшеница Пример 8. Получение препаратов, содержащих микроорганизмы настоящего изобретения. 8 А. Получение смеси микроорганизмов. Культуры Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM /P/ В 001293), Azotobacter vinelandii spp. M657albus var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 001301), полученные в соответствии с примером 6, смешивали, оптимально в равных пропорциях, и вносили в почву, которую нужно было обработать, в количестве между 5 и 50 л, оптимально в количестве 12 л/га в любой период года без заморозков, оптимально между мартом и октябрем. 8 В. Получение для обработки однодольных растений. Получение проводили по процедуре примера 6 с тем отличием, что применяли следующие микроорганизмы: Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM /P/ В 001293), Azotobacter vinelandii spp. M657var. 0003 LP (NCAIM /P/ В 001301). 8C. Получение для обработки двудольных растений. Получение проводили по способу примера 6 изобретения с тем отличием, что применяли следующие микроорганизмы: Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM /P/ В 0 С 1293), Azotobacter vinelandii spp. M657spp. A21 (NCAIM /P/ В 001294), Bradyrhizobium japonicum var. PH25 (NCAIM /P/ В 001302). 8D. Получение препарата, высушенного в условиях замораживания. 2 л водной суспензии микроорганизмов по примеру 6 лиофилизировали в оборудовании для лиофилизации Gelman SP54, действуя по инструкциям эксплуатации оборудования. Порошок сухих микроорганизмов использовали как таковой или, в зависимости от применения, смешивали с карбонатом кальция, крахмалом, глюкозой или целлюлозой в пропорции между 1:1 и 1:100, затем препарат хранили до использования при температуре между 4 и 10 С. 8 Е. Получение препарата, содержащего носитель. В оптимальном случае равную пропорцию культур, полученных на культуральной среде в соответствии с примером 6, смешивали с органическим компостом, соевой мукой (общий размер гранул 4 меш),метилцеллюлозой или картофельным крахмалом так, чтобы препарат содержал 5108-1010, оптимально 5109 клеток микроорганизмов, затем сырой препарат или препарат, высушенный при температуре ниже 40 С, в количестве 2-20, оптимально в количестве 5 кг/га, вводили в почву, которую нужно было обработать. Оптимально в почву вводили по меньшей мере 1013 клеток микроорганизмов на гектар. Резюме Предметом изобретения являются продукты и способ обработки почвы бактериями для повышения роста растений и для повышения урожая, способы получения продуктов, исходных микроорганизмов,служащих в качестве основы продуктов, размножающихся при низкой температуре, биосинтезирующих полисахариды, и способы их получения. Клетки одного из микроорганизмов по изобретению или их соединение будет переноситься в почву или фиксироваться в семенах растений. По способу настоящего изобретения продукт доставляют в почву, причем продукт содержит по меньшей мере одну из групп почвенных бактерий, превращающих азот воздуха в соединения, доступные для растений, солюбилизирующих минерализованные фосфатные соединения и соединения калия и биосинтезирующие материалы, улучшающие развитие растений, продуцирующих полисахариды, оптимально влияющие на структуру почвы, причем микроорганизмы выделены из различных почв и изменены в лабораторных условиях так, чтобы можно было достичь удовлетворительных урожаев и практически исключить применение дорогих удобрений. ФОРМУЛА ИЗОБРЕТЕНИЯ 1. Штамм микроорганизма Azospirillum brasilense ssp. SW51 (NCAIM/P/B 001293), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 2. Штамм микроорганизма Azobacter vinelandii ssp. M657 (NCAIM/P/B 001292), оптимально раз- 16009126 множающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 3. Штамм микроорганизма Pseudomonas fluorescens var. SW11 (NCAIM/P/B 001296), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 4. Штамм микроорганизма Bacillus polymyxa var. SW17 (NCAIM/P/B 001295), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 5. Штамм микроорганизма Bacillus megaterium var. M326 (NCAIM/P/B 001291), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 6. Штамм микроорганизма Micrococcus roseus ssp. A21 (NCAIM/P/B 001294), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 7. Штамм микроорганизма Bradyrhizobium japonicum var. PH25 (NCAIM/P/B 001302), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 8. Штамм микроорганизма Streptomyces albus var. 0003 LP (NCAIM/P/B 001301), оптимально размножающийся при температурах ниже 20 С и рН 5, используемый для получения препаратов для обработки почвы. 9. Способ получения микроорганизмов по любому из пп.1-8, заключающийся в обработке исходных микроорганизмов нитрозо-гуанидином и ультрафиолетовым облучением в качестве мутагенов и выделении нужных штаммов, размножающихся при низкой температуре. 10. Препарат, используемый для обработки почвы, содержащий по меньшей мере один из штаммов микроорганизмов по любому из пп.1-8, в количестве 5106-1011 клеток на грамм препарата, и сырой или сухой приемлемый сельскохозяйственный носитель, нетоксичный для микроорганизмов. 11. Препарат по п.10, в котором носитель представляет собой воду, и/или соевую муку, и/или крахмал, и/или целлюлозу, и/или глюкозу, или их производные. 12. Способ получения препарата, используемого для обработки почвы по любому из пп.10-11, заключающийся в раздельном или совместном культивировании на питательной среде, содержащей источник углерода и азота и неорганические соли по меньшей мере одного из штаммов микроорганизма по любому из пп.1-8 до достижения числа клеток каждого штамма между 5107 и 5109 на миллилитр, и,при необходимости, смешивании полученных культур в определенных пропорциях, и, при необходимости, нанесении культуры (культур) на носитель или смешивании с ним, и, при необходимости, лиофилизации полученного препарата. 13. Способ по п.12, где в качестве источника углерода используют глюкозу, и/или сахарозу, и/или мелассу, в качестве источника азота используют хлорид аммония, и/или нитрат аммония, и/или сульфат аммония, и/или жидкость после замачивания кукурузы, и/или гидролизат казеина и в качестве неорганических солей используют карбонат кальция и соли, диссоциирующие на натрий-, калий-, магний-, кальций-, ферро-, нитрат-, хлорид-, сульфат-, карбонат-, фосфат-ионы, и, при необходимости, микроэлементы. 14. Способ обработки почвы препаратом по любому из пп.10-11, характеризующийся нанесением препарата на почву или введением препарата в почву в период без заморозков из расчета от 1010 до 1014 клеток на гектар. 15. Способ улучшения или сохранения структуры почвы, характеризующийся в обработке почвы препаратом по любому из пп.10-11, где микроорганизм выбран из числа микроорганизмов, продуцирующих полисахариды, предпочтительно из числа микроорганизмов, продуцирующих сукциноглюкон,таких как Bacillus polymyxa var. SW17 (NCAIM/P/B 001295), Bacillus megaterium var. M326 (NCAIM/P/B 001291), Micrococcus roseus ssp. А 21 (NCAIM/P/B 001294), Bradyrhizobium japonicum var. PH25